Załącznik IV

1. Warunki cofnięcia środków

1.1. Po upływie co najmniej 50 lat od ostatniego wykrycia określonego agrofaga, jeśli istnieje pozbawiony luk rejestr upraw w strefie porażenia, z którego wynika, że przez cały ten czas przestrzegano przepisów art. 6 ust. 2 i 3 oraz że strefa porażenia nie była wykorzystywana jako trwałe użytki zielone.

Jeżeli strefa porażenia była wykorzystywana jako trwałe użytki zielone, środki mogą zostać cofnięte wyłącznie wtedy, gdy w próbkach gleby pobranych w wyniku zastosowania schematu pobierania gleby do testów określonego w pkt 1.2 nie stwierdzono żadnych oznak zakażenia określonym agrofagiem;

lub

1.2. Po upływie co najmniej 20 lat od ostatniego wykrycia określonego agrofaga, jeśli istnieje pozbawiony luk rejestr upraw, z którego wynika, że przez cały ten czas przestrzegano przepisów art. 6 ust. 2 i 3 oraz że strefa porażenia nie była wykorzystywana jako trwałe użytki zielone oraz

— w dwóch testach biologicznych (opisanych w pkt 3) przeprowadzonych na podatnych odmianach ziemniaka nie stwierdzono żadnych oznak zakażenia określonym agrofagiem lub

— w jednym teście biologicznym (opisanym w pkt 3) przeprowadzonym na podatnych odmianach ziemniaka nie stwierdzono żadnych oznak zakażenia określonym agrofagiem ani nie znaleziono żywych zarodników przetrwalnikowych podczas bezpośredniego badania gleby ze strefy porażenia pod mikroskopem po ekstrakcji zarodników jedną z metod przewidzianych w załączniku I pkt 2.

Schemat pobierania gleby do testów obejmuje wszystkie poniższe etapy:

— strefę porażenia dzieli się na jednostki o powierzchni 0,33 ha każda;

— z każdej jednostki pobiera się 60 podpróbek do głębokości 20 cm, z miejsc równomiernie rozmieszczonych na całym obszarze lub zgrupowanych w znanych miejscach występowania ognisk choroby;

— podpróbki miesza się dokładnie, tak aby otrzymać 3 próbki na ha.

2. Częściowe cofnięcie środków

Po upływie co najmniej 10 lat od ostatniego wykrycia określonego agrofaga na obszarach strefy porażenia można rozważyć częściowe cofnięcie środków przewidzianych w art. 6 w odniesieniu do tych obszarów, jeżeli istnieje pozbawiony luk rejestr upraw, z którego wynika, że przez cały czas przestrzegano przepisów art. 6 ust. 2 i 3, a strefa porażenia nie była wykorzystywana jako trwałe użytki zielone, oraz:

a) w dwóch testach biologicznych, opisanych w pkt 3, przeprowadzonych na podatnych odmianach ziemniaka nie stwierdzono żadnych oznak zakażenia określonym agrofagiem lub

b) w jednym teście biologicznym, opisanym w pkt 3, przeprowadzonym na podatnych odmianach ziemniaka nie stwierdzono żadnych oznak zakażenia określonym agrofagiem i stwierdzono mniej niż 5 żywych zarodników przetrwalnikowych na gram gleby podczas bezpośredniego badania gleby ze strefy porażenia pod mikroskopem po ekstrakcji zarodników jedną z metod przewidzianych w załączniku I pkt 2.

Schemat pobierania gleby do testów obejmuje wszystkie poniższe etapy:

— strefę porażenia dzieli się na jednostki o powierzchni 0,33 ha każda;

— z każdej jednostki pobiera się 60 podpróbek do głębokości 20 cm, z miejsc równomiernie rozmieszczonych na całym obszarze lub zgrupowanych w znanych miejscach występowania ognisk choroby;

— podpróbki miesza się dokładnie, tak aby otrzymać 3 próbki na ha.

W przypadku gdy warunki te nie są spełnione, częściowe cofnięcie środków można rozważyć ponownie po upływie co najmniej dwuletniego okresu karencji. Przy określaniu długości tego okresu karencji państwa członkowskie biorą pod uwagę poziom zakażenia lub liczbę wykrytych żywych zarodników.

3. Testy biologiczne do celów cofnięcia środków

Kilka bulw określonych roślin inkubuje się w donicach razem z co najmniej 5 l gleby w warunkach temperatury, wilgotności i oświetlenia, które sprzyjają wzrostowi ziemniaków. Należy zastosować odmianę, która jest wysoce podatna na wszystkie patotypy (np. Deodara, Evora, Morene, Tomensa, Maritiema, Arran Chief).

Rosnące rośliny ziemniaka przycina się, gdy osiągną wysokość około 60 cm. Po około 100 dniach nowo uformowane bulwy bada się pod kątem występowania narośli.

Do testu zawsze włącza się negatywne kontrole gleby wolnej od określonego agrofaga oraz pozytywne kontrole gleby porażonej. Test uznaje się za ważny, jeśli na bulwach kontroli dodatniej powstają narośle, a na bulwach kontroli ujemnej nie powstają narośle. Rejestruje się warunki temperatury i wilgotności w szklarni. Narośle powstałe w próbach testowych bada się pod mikroskopem pod kątem występowania zarodni letnich lub zarodników przetrwalnikowych.

Cały test przeprowadza się w warunkach uniemożliwiających dalsze rozprzestrzenianie się określonego agrofaga.

(

1

) Pratt MA. (1976), „A wet-sieving and flotation technique for the detection of resting sporangia of Synchytrium endobioticum in soil”, Annals of Applied Biology nr 82, s. 21–29.

(

2

) van Leeuwen GCM., Wander JGN., Lamers J., Meffert JP., van den Boogert PHJF., Baayen RP. (2005), „Direct examination of soil for sporangia of Synchytrium endobioticum using chloroform, calcium chloride and zinc sulphate as extraction reagents”, EPPO Bulletin nr 35, s. 25–31.

(

3

) Wander JGN., van den Berg W., van den Boogert PHJF., Lamers JG., van Leeuwen GCM., Hendrickx G., Bonants P. (2007), „A novel technique using the Hendrickx centrifuge for extracting winter sporangia of Synchytrium endobioticum from soil”, European Journal of Plant Pathology nr 119, s. 165–174.

(

4

) Lévesque CA., de Jong SN., Ward LJ. i de Boer SH. (2001), „Molecular phylogeny and detection of Synchytrium endobioticum, the causal agent of potato wart”, Canadian Journal of Plant Pathology nr 23, s. 200–201.

(

5

) van den Boogert PHJF., van Gent-Pelzer MPE., Bonants PJM., de Boer SH., Wander JGN., Lévesque CA., van Leeuwen GCM., Baayen RP. (2005), „Development of PCR-based detection methods for the quarantine phytopathogen Synchytrium endobioticum, causal agent of potato wart disease”, European Journal of Plant Pathology nr 113, s. 47–57.

(

6

) van Gent-Pelzer MPE., Krijger M., Bonants PJM. (2010), „Improved real-time PCR assay for the detection of the quarantine potato pathogen, Synchytrium endobioticum, in zonal centrifuge extracts from soil and in plants”, European Journal of Plant Pathology nr 126, s. 129–133.

(

7

) Smith DS., Rocheleau H., Chapados JT., Abbott C., Ribero S., Redhead SA., Lévesque CA., De Boer SH. (2014), „Phylogeny of the genus Synchytrium and the development of TaqMan PCR assay for sensitive detection of Synchytrium endobioticum in soil”, Phytopathology nr 104, s. 422–432.

(

8

) Przetakiewicz J. (2015), „The Viability of Winter Sporangia of Synchytrium endobioticum (Schilb.) Perc. from Poland.”, American Journal of Potato Research nr 92, s. 704–708.

(

9

) Spieckermann A., Kotthoff P. (1924), „Testing potatoes for wart resistance”, Deutsche Landwirtschaftliche Presse nr 51, s. 114–115.

(

10

) Potoček J., Krajíčková K., Klabzubová S., Krejcar Z., Hnízdil M., Novák F., Perlová V. (1991), „Identification of new Synchytrium endobioticum (Schilb.) Perc. pathotypes in Czech Republic”, Ochrana Rostlin nr 27, s. 191–205.

(

11

) Glynne MD. (1925), „Infection experiments with wart disease of potatoes. Synchytrium endobioticum

”, Annals of Applied Biology nr 12, s. 34–60.

(

12

) Lemmerzahl J. (1930), „A new simplified method for inoculation of potato cultivars to test for wart resistance”, Züchter nr 2, s. 288–297.

(

13

) Noble M., Glynne MD. (1970), „Wart disease of potatoes”, FAO Plant Protection Bulletin nr 18, s. 125–135.